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儿茶酚氧化酶

儿茶酚氧化酶 (英语：Catechol oxidase）是一种铜活性氧化酶。含有3型二价铜辅助因子，催化苯二酚氧化成醌，同时还原剂分子氧还原成水。 它存在于多种植物和真菌中，包括甘薯和茶树（印度茶叶）[1][2]具有3型铜中心的金属酶的特点是能够在环境条件下可逆地结合氧气。[3] 在植物中，儿茶酚氧化酶在酶促褐变中起着关键作用，它在氧气存在的情况下催化儿茶酚氧化成邻醌，邻醌可迅速聚合形成黑色素，使受损水果呈现深褐色。

儿茶酚氧化酶
识别码
EC编号 1.10.3.1
CAS号 9002-10-2
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生物学功能

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儿茶酚氧化酶催化的全反应：从两分子儿茶酚和一分子氧气生成两分子邻醌和两分子水

多酚氧化酶是二价铜金属酶的一个家族，包括酪氨酸酶和儿茶酚氧化酶。[4]在植物中，这两种酶都能催化原二酚底物氧化成相应的原醌。 这两种相关酶的主要区别在于，酪氨酸酶可以催化羟基化单酚转化为二酚（单酚酶活性），也可以催化邻二酚氧化为邻醌（二酚酶活性），而儿茶酚氧化酶只具有二酚酶活性。[5]

当植物组织受损时，叶绿体可能会破裂，将儿茶酚氧化酶释放到植物细胞质中，液泡也可能破裂，将储存的儿茶酚释放到细胞质中。 组织损伤也会使氧气渗入细胞。 因此，组织损伤有利于儿茶酚氧化酶与其底物相互作用，生成邻苯醌，邻苯醌可以聚合非酶促地生成黑色素，形成保护伤口的不溶性屏障。[6]

蛋白加工处理

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儿茶酚氧化酶是核编码的，其 N 端包含一个信号肽，引导蛋白质进入叶绿体的类囊体腔，在那里它可以是可溶的，也可以与类囊体膜松散地结合在一起。[7] 儿茶酚氧化酶前体最初是作为前酶转录的，在进入类囊体内腔之前要经过两轮蛋白水解加工和运输。

利用[35S]蛋氨酸标记的前体蛋白，Sommer 等人阐明了包括豌豆（Pisum sativum）、番茄（Lycopersicon esculentum）和玉米（Zea mays）在内的多种植物共有的蛋白水解加工途径。[8]67kD的前体以ATP依赖的方式输入基质，基质肽酶将前体加工成 62 kD 的中间体。 这种中间体转位到类囊体内腔的过程依赖于光照，最终生成成熟的59kD 酶。[9]根据对从甜薯(Ipomoea batatas)中纯化出的前体和成熟儿茶酚氧化酶的分析，蛋白水解处理既去除了 N 端转运肽，也去除了覆盖酶活性位点的 C 端结构域。[10]

酶的结构

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还原型（Cu(I)-Cu(I)）和原生型（Cu(II)-Cu(II)）儿茶酚氧化酶二价铜活性位点来自甜薯提取物晶体结构（PDB: 1BT1, 1BT2）

从甜薯中纯化的儿茶酚氧化酶的晶体结构被解析为氧化型 Cu(II)-Cu(II) 态和还原型 Cu(I)-Cu(I) 态的活性形式。[11]它是一种球状单域单体酶，大小约为 55 x 45 x 45 Å，呈椭圆形。 酶核心由四条α-螺旋束组成，它环绕着含有二铜中心的活性位点。[12] 组氨酸(His)88位、His109 和 His118 的咪唑侧链上的硝基与第一个催化铜离子配位，而 His240、His244 和 His274 的咪唑侧链上的硝基与第二个催化铜离子配位。 在氧化的 Cu(II)-Cu(II) 状态下，每个铜离子都具有四坐标三叉金字塔几何结构，三个组氨酸残基和一个桥接氢氧分子构成了每个铜离子上的四个配体。 比较酶的还原（Cu(I)-Cu(I)）态和原生（Cu(II)-Cu(II)）态，主要区别在于两个铜中心之间的距离。 在氧化的 Cu(II)-Cu(II) 状态下，Cu-Cu 之间的距离为 3.3 Å，而在还原的 Cu(I)-Cu(I) 状态下，这一距离增加到 4.4 Å。[1]

虽然酪氨酸酶和儿茶酚氧化酶的活性位点都含有二铜中心，但每种酶各自结构的不同会导致其活性不同。 在儿茶酚氧化酶中，苯丙氨酸侧链（Phe261）位于其中一个铜中心上方，阻止底物与活性位点中的两个铜离子配位。 这就排除了酪氨酸酶所特有的、但儿茶酚氧化酶却不存在的二苯酚羟基化所需的双交配位复合物。[13]此外，与其中一个铜中心结合的 His109位 也通过硫醚桥与 Cys（半胱氨酸）192位 共价连接。[14]这种半胱氨酸-组氨酸交联可能会进一步抑制酶的活性位点，使其无法形成酪氨酸酶中容易形成的双叉配位复合物。

参考文献

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  1. ^ 1.0 1.1 Gerdemann C, Eicken C, Krebs B. The crystal structure of catechol oxidase: new insight into the function of type-3 copper proteins. Accounts of Chemical Research. March 2002, 35 (3): 183–91. PMID 11900522. doi:10.1021/ar990019a. 
  2. ^ Halder J, Tamuli P, Bhaduri AN. Isolation and characterization of polyphenol oxidase from Indian tea leaf (Camellia sinensis). The Journal of Nutritional Biochemistry. 1998, 9 (2): 75–80. doi:10.1016/s0955-2863(97)00170-8. 
  3. ^ Koval IA, Gamez P, Belle C, Selmeczi K, Reedijk J. Synthetic models of the active site of catechol oxidase: mechanistic studies. Chemical Society Reviews. September 2006, 35 (9): 814–40. PMID 16936929. doi:10.1039/b516250p. 
  4. ^ Dey SK, Mukherjee A. Catechol oxidase and phenoxazinone synthase: Biomimetic functional models and mechanistic studies. Coordination Chemistry Reviews. 2016, 310: 80–115. doi:10.1016/j.ccr.2015.11.002. 
  5. ^ Gerdemann C, Eicken C, Magrini A, Meyer HE, Rompel A, Spener F, Krebs B. Isozymes of Ipomoea batatas catechol oxidase differ in catalase-like activity. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Protein Structure and Molecular Enzymology. July 2001, 1548 (1): 94–105. PMID 11451442. doi:10.1016/s0167-4838(01)00219-9. 
  6. ^ Queiroz C, Lopes ML, Fialho E, Valente-Mesquita VL. Polyphenol Oxidase: Characteristics and Mechanisms of Browning Control. Food Reviews International. 2008, 24 (4): 361–375. doi:10.1080/87559120802089332. 
  7. ^ Marusek CM, Trobaugh NM, Flurkey WH, Inlow JK. Comparative analysis of polyphenol oxidase from plant and fungal species. Journal of Inorganic Biochemistry. January 2006, 100 (1): 108–23. PMID 16332393. doi:10.1016/j.jinorgbio.2005.10.008. 
  8. ^ Sommer A, Ne'eman E, Steffens JC, Mayer AM, Harel E. Import, targeting, and processing of a plant polyphenol oxidase. Plant Physiology. August 1994, 105 (4): 1301–11. PMC 159463  . PMID 7972497. doi:10.1104/pp.105.4.1301. 
  9. ^ Mayer AM. Polyphenol oxidases in plants and fungi: going places? A review. Phytochemistry. November 2006, 67 (21): 2318–31. PMID 16973188. doi:10.1016/j.phytochem.2006.08.006. 
  10. ^ Flurkey WH, Inlow JK. Proteolytic processing of polyphenol oxidase from plants and fungi. Journal of Inorganic Biochemistry. December 2008, 102 (12): 2160–70. PMID 18829115. doi:10.1016/j.jinorgbio.2008.08.007. 
  11. ^ Eicken C, Krebs B, Sacchettini JC. Catechol oxidase - structure and activity. Current Opinion in Structural Biology. December 1999, 9 (6): 677–83 [2024-04-07]. PMID 10607672. doi:10.1016/s0959-440x(99)00029-9. （原始内容存档于2020-12-02）. 
  12. ^ Klabunde T, Eicken C, Sacchettini JC, Krebs B. Crystal structure of a plant catechol oxidase containing a dicopper center. Nature Structural Biology. December 1998, 5 (12): 1084–90. PMID 9846879. doi:10.1038/4193. 
  13. ^ Lucas HR, Karlin KD. Chapter 9: Copper-Carbon Bonds in Mechanistic and Structural Probing of Proteins as well as in Situations where Copper is a Catalytic or Receptor Site. Sigel A, Sigel H, Sigel RK (编). Metal-carbon bonds in enzymes and cofactors. Cambridge, UK: RSC Publishing. 2009: 304. ISBN 978-1-84755-915-9. 
  14. ^ Virador VM, Reyes Grajeda JP, Blanco-Labra A, Mendiola-Olaya E, Smith GM, Moreno A, Whitaker JR. Cloning, sequencing, purification, and crystal structure of Grenache (Vitis vinifera) polyphenol oxidase. Journal of Agricultural and Food Chemistry. January 2010, 58 (2): 1189–201. PMID 20039636. doi:10.1021/jf902939q. 
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